Metodologie di Laboratorio L26 San Raffaele

Metodologie e principi di tecniche di laboratorio è l'esame a scelta di L26 San Raffaele che spiega come si fanno le analisi in un laboratorio biochimico e di biologia cellulare e molecolare: quali principi usa ogni tecnica, quando conviene sceglierla, quanto sono affidabili i risultati. Vale 4 CFU (settore BIO/13, cod. 0262504BIO13I) ed è presente sia nel piano di studi dell'A.A. 2026/2027 sia nel piano dell'A.A. 2024/2025, con lo stesso codice. La scheda non prevede propedeuticità ma richiede familiarità con Chimica inorganica e organica, Biochimica e Microbiologia.

Di cosa parla il programma

Il programma ha due unità didattiche, con venti argomenti e 22 lezioni. La prima, «Fondamenti di laboratorio e metodologie biochimiche», copre gli strumenti che servono in ogni laboratorio: misurare, separare, rivelare. La seconda, «Metodologie biomolecolari e campi di applicazione», passa alla biologia molecolare: come si isolano e si amplificano gli acidi nucleici, come si coltivano e si modificano le cellule, come si leggono su grande scala geni, RNA e proteine.

Argomenti del programma da approfondire

La guida segue l'ordine del programma, che procede dal più semplice (misurare, separare) al più complesso (modificare geni e cellule). Dettagli tecnici, numeri e nomi che il programma non elenca esplicitamente sono segnalati come contesto e verificati su fonti scientifiche.

Il processo analitico e l'affidabilità delle misure

Ogni analisi segue una sequenza: campionamento e preparazione del campione, misura, elaborazione dei dati, interpretazione. Il risultato può essere qualitativo (la molecola c'è o non c'è) o quantitativo (quanta ce n'è). Il programma insiste su una domanda: quanto ci si può fidare di una misura? Servono alcuni concetti. L'accuratezza è la vicinanza al valore vero; la precisione è la vicinanza tra misure ripetute, e la riproducibilità è la precisione tra laboratori, operatori o giorni diversi. La sensibilità è la capacità di rilevare quantità piccole (limite di rilevabilità); la specificità è la capacità di misurare solo la molecola che interessa. Per questo si usano controlli (positivi e negativi) e standard di concentrazione nota, con cui si costruisce una curva di calibrazione. Ogni misura ha un'incertezza: conoscerla è parte del risultato.

Collegamento: prima di qualsiasi tecnica sofisticata ci sono i gesti di base: dosare volumi, pesare, separare per densità.

Volumetria, pesate, tecniche centrifugative

Le misure iniziano da volumi e masse. La volumetria usa strumenti graduati (matracci, pipette, micropipette, burette) e nella titolazione determina la concentrazione di una soluzione dal volume di reagente necessario a completare una reazione. La pesata con la bilancia analitica, che misura al decimo di milligrammo, richiede tara e cautele contro correnti d'aria e umidità. Le soluzioni si preparano in molarità (mol/L) e si diluiscono con la relazione C₁V₁ = C₂V₂. La centrifugazione separa componenti per densità e dimensione sfruttando l'accelerazione centrifuga: quella che conta è la forza centrifuga relativa (RCF, in multipli di g), non i giri al minuto, perché dipende anche dal raggio del rotore. Con la centrifugazione differenziale si separano le cellule dai detriti e gli organuli; con i gradienti di densità (saccarosio, cloruro di cesio) e l'ultracentrifugazione si separano molecole e particelle molto simili.

Collegamento: separati e dosati i campioni, si misura una proprietà: la più comune è quanta luce assorbono.

Tecniche spettroscopiche

La spettrofotometria UV-visibile misura l'assorbanza A = log(I₀/I), cioè quanta luce assorbe un campione a una data lunghezza d'onda. La legge di Lambert-Beer la lega alla concentrazione: A = ε · l · c, con ε coefficiente di estinzione molare (M⁻¹ cm⁻¹), l cammino ottico (cm), c concentrazione (M). Da qui si ricava c = A / (ε · l). La relazione è lineare in un intervallo limitato di assorbanza (di regola tra circa 0,1 e 1): fuori conviene diluire. Applicazioni tipiche: la quantità di DNA (a 260 nm, una unità di A₂₆₀ corrisponde a circa 50 µg/mL di DNA a doppia elica) e la sua purezza (il rapporto A₂₆₀/A₂₈₀ è circa 1,8 per un DNA puro, circa 2,0 per un RNA puro); le proteine (280 nm, per triptofano e tirosina); i saggi enzimatici che seguono il NADH a 340 nm. La spettrofluorimetria misura la luce emessa da molecole fluorescenti, con maggiore sensibilità. Il calcolatore applica Lambert-Beer al NADH (ε₃₄₀ = 6.220 M⁻¹ cm⁻¹).

Valori di esempio per esercizio. Coefficiente di estinzione del NADH a 340 nm: 6.220 M⁻¹ cm⁻¹.

Collegamento: la spettroscopia quantifica una molecola in una miscela; per distinguerne i componenti occorre prima separarli: la cromatografia.

Tecniche cromatografiche

La cromatografia separa i componenti di una miscela facendoli passare tra due fasi: una fase stazionaria fissa e una fase mobile che si muove. Ogni molecola ha un'affinità diversa per le due fasi, quindi si muove a velocità diverse e si separa. Il tempo che una molecola impiega a percorrere la colonna è il suo tempo di ritenzione, e serve a identificarla. I meccanismi principali: adsorbimento o ripartizione (cromatografia su strato sottile, HPLC, anche in fase inversa); scambio ionico (separazione per carica); esclusione molecolare o gel-filtrazione (separazione per dimensione: le molecole grandi eluiscono per prime); affinità (una molecola trattenuta da un ligando specifico, ad esempio una proteina con coda di istidine su una resina al nichel). La gas-cromatografia separa composti volatili. L'HPLC (cromatografia liquida ad alta prestazione) usa alta pressione e rivelatori per una separazione veloce e quantitativa.

Collegamento: per le biomolecole cariche c'è un'alternativa che non usa una colonna, ma un campo elettrico: l'elettroforesi.

Tecniche elettroforetiche

L'elettroforesi separa molecole cariche facendole migrare in un campo elettrico attraverso un gel. Per gli acidi nucleici, tutti carichi negativamente per i fosfati, la migrazione dipende dalla lunghezza: i frammenti piccoli corrono più veloci; si usa l'agarosio, e il DNA si vede con coloranti fluorescenti sotto luce UV, a confronto con un marcatore di pesi molecolari. Per le proteine si usa l'SDS-PAGE: l'SDS (sodio dodecil solfato) denatura le proteine e conferisce a tutte una carica negativa proporzionale alla massa, così la separazione avviene solo per peso molecolare, su gel di poliacrilammide. L'isoelettrofocalizzazione separa per punto isoelettrico, e la combinazione con l'SDS-PAGE dà l'elettroforesi bidimensionale, usata in proteomica. L'elettroforesi capillare è la versione automatizzata in un capillare.

Collegamento: separare non basta se la quantità è minima: alcune tecniche usano isotopi radioattivi per rivelare tracce.

Tecniche radiochimiche

I radioisotopi marcano molecole (DNA, proteine, nutrienti) per seguirne il destino o rivelarne quantità minime. Gli isotopi più usati in biochimica sono ³H (trizio, emivita circa 12,3 anni), ¹⁴C (circa 5.730 anni), ³²P (circa 14,3 giorni), ³⁵S (circa 87 giorni) e ¹²⁵I (circa 59 giorni). Si rivelano con il conteggio a scintillazione liquida (quantitativo) e con l'autoradiografia o i sistemi di imaging a fosfori (localizzazione su gel o membrana). Le applicazioni: sonde marcate per Southern e Northern, saggi di incorporazione, studi metabolici, radioimmunodosaggi. Il lavoro con radioisotopi impone la radioprotezione, cioè ridurre l'esposizione con tempo, distanza e schermatura; per questo, dove possibile, si sono affermati metodi non radioattivi (fluorescenza, chemiluminescenza).

Collegamento: per riconoscere una molecola con grande specificità, la natura offre uno strumento più mirato del marcatore: l'anticorpo.

Tecniche immunochimiche

Le tecniche immunochimiche sfruttano il legame specifico tra un anticorpo e il suo antigene. Le più usate: ELISA (saggio immunoenzimatico su piastra: l'anticorpo è legato a un enzima, che trasforma un substrato in un prodotto colorato misurabile con lo spettrofotometro; esistono formati diretto, indiretto, a sandwich e competitivo); immunoblotting (Western blot: rivela una proteina su membrana); immunofluorescenza (localizza la proteina in cellule o tessuti con anticorpi marcati con fluorocromi); immunoprecipitazione (isola una proteina con il suo anticorpo). I test rapidi a flusso laterale (come quelli di gravidanza) si basano sullo stesso principio. Il criterio di studio: per ogni tecnica, che cosa lega l'anticorpo, come si genera il segnale e che cosa misura.

Collegamento: l'ultima tecnica dell'unità non riguarda una molecola in provetta, ma l'informazione: come si interpretano le sequenze.

Bioinformatica e annotazione funzionale

La bioinformatica applica strumenti informatici ai dati biologici. Le sequenze sono raccolte in banche dati pubbliche: per gli acidi nucleici GenBank (NCBI), ENA e DDBJ; per le proteine UniProt; per le strutture tridimensionali il Protein Data Bank. Il confronto tra sequenze avviene con algoritmi di allineamento come BLAST, che trova sequenze simili e suggerisce parentele evolutive. L'annotazione funzionale assegna una funzione a un gene o a una proteina, in base a somiglianze con sequenze note, domini e vie metaboliche; la Gene Ontology descrive ogni prodotto genico secondo tre aspetti: processo biologico, funzione molecolare, componente cellulare. È il ponte verso le scienze omiche dell'unità 2.

Collegamento: la prima unità si chiude qui. La seconda passa dalle molecole in generale agli acidi nucleici: come si isolano e si rivelano.

Isolamento di DNA e RNA, Southern e Northern blot

Isolare il DNA significa rompere le cellule (lisi), eliminare le proteine (con proteinasi K o solventi organici come fenolo-cloroformio) e purificare l'acido nucleico, per precipitazione con alcol o su colonnine di silice. L'RNA richiede più cautele, perché le RNasi sono ubiquitarie e stabili: si lavora con reagenti che le inattivano (come la guanidina isotiocianato) e su materiali dedicati. Sono le lezioni «Tecniche di ibridazione del DNA» e «Tecniche di indagine dell'RNA». Il Southern blot (dal nome di Edwin Southern, 1975) cerca una sequenza di DNA: il DNA è digerito con enzimi di restrizione, separato per elettroforesi, trasferito su una membrana e ibridato con una sonda marcata complementare alla sequenza cercata. Il Northern blot segue lo stesso schema per l'RNA (in condizioni denaturanti) e mostra se un gene è espresso e la lunghezza del trascritto. Il principio comune è l'ibridazione: filamenti complementari si appaiano in modo specifico.

Collegamento: per tagliare, unire e copiare acidi nucleici servono enzimi: sono gli strumenti su cui si costruisce anche la PCR.

Manipolazione enzimatica degli acidi nucleici e amplificazione del DNA

Gli enzimi sono gli «attrezzi» della biologia molecolare. Le endonucleasi di restrizione tagliano il DNA in siti specifici, spesso palindromici (EcoRI riconosce GAATTC e taglia tra G e A, lasciando estremità coesive); le ligasi uniscono frammenti; le DNA polimerasi copiano; la trascrittasi inversa sintetizza DNA complementare (cDNA) a partire dall'RNA; le nucleasi (DNasi, RNasi) degradano. La PCR (reazione a catena della polimerasi, ideata da Kary Mullis nel 1983, Nobel per la Chimica 1993) amplifica un tratto di DNA con cicli ripetuti di tre fasi: denaturazione (circa 94-95 °C, i filamenti si separano), appaiamento dei primer (circa 50-65 °C, a seconda dei primer), estensione (circa 72 °C, la polimerasi termostabile, come la Taq da Thermus aquaticus, sintetizza i nuovi filamenti). Servono stampo, due primer, nucleotidi, polimerasi e tampone. Nella PCR quantitativa (qPCR) la fluorescenza è misurata a ogni ciclo e permette di quantificare la quantità iniziale.

Idealmente il DNA raddoppia a ogni ciclo, quindi da N₀ copie di partenza si arriva a N₀ · 2ⁿ dopo n cicli; in pratica l'efficienza è inferiore a 1, e la formula diventa N₀ · (1 + E)ⁿ. Il calcolatore parte da una singola copia.

Valori teorici di esempio: in una reazione reale l'amplificazione si ferma a un plateau quando i reagenti si esauriscono.

Collegamento: gli acidi nucleici si studiano anche dentro le cellule vive: occorre saperle coltivare.

Colture cellulari

Una coltura cellulare è la crescita di cellule fuori dall'organismo, in un ambiente controllato. Le colture primarie derivano direttamente da un tessuto e hanno vita limitata; le linee cellulari (come la linea HeLa, derivata nel 1951 da un carcinoma della cervice uterina) proliferano indefinitamente. Le cellule possono crescere adese a una superficie o in sospensione. Il terreno di coltura contiene nutrienti, fattori di crescita (spesso siero bovino fetale) e un indicatore di pH; le cellule stanno in incubatore a 37 °C con 5% di CO₂ e atmosfera umidificata. Si lavora in condizioni sterili, sotto cappa a flusso laminare, perché la contaminazione da batteri, funghi o micoplasmi rovina l'esperimento. Le cellule adese si staccano con la tripsina per essere passate in nuove piastre («passaggi»), si contano in camera di conta e si conservano in azoto liquido con crioprotettori come il DMSO.

Collegamento: le cellule coltivate diventano il sistema in cui si introducono geni: prima però occorre costruirli, con il clonaggio.

Clonaggio molecolare, vettori di espressione e trasfezione

Il clonaggio inserisce un frammento di DNA in un vettore (di norma un plasmide) per moltiplicarlo in un ospite. Il plasmide ha un'origine di replicazione, un marcatore di selezione (per esempio la resistenza a un antibiotico) e un sito multiplo di clonaggio. Vettore e inserto si tagliano con gli stessi enzimi di restrizione e si uniscono con la ligasi; il plasmide ricombinante è introdotto in E. coli (trasformazione con shock termico o elettroporazione) e le colonie che lo hanno acquisito si selezionano su piastre con antibiotico. Nei vettori con il gene lacZ la selezione blu/bianca distingue colonie con e senza l'inserto. Un vettore di espressione porta in più gli elementi che permettono di produrre la proteina: un promotore adatto all'ospite, un terminatore, e talvolta un'etichetta (come una coda di istidine o la GFP) per purificarla o localizzarla.

La trasfezione introduce acidi nucleici in cellule eucariotiche. Si può fare con metodi chimici (fosfato di calcio, lipidi cationici nella lipofezione, polimeri), fisici (elettroporazione, microiniezione) o con vettori virali (in questo caso si parla di trasduzione, per esempio con lentivirus). La trasfezione è transiente se il DNA resta episomale e si perde nel tempo, stabile se si integra nel genoma e si selezionano le cellule con un antibiotico. Gruppi di controllo e geni reporter (luciferasi, GFP) permettono di verificare l'efficienza.

Collegamento: con vettori e trasfezione si può sovraesprimere un gene; l'operazione opposta è ridurne o spegnerne l'espressione.

Epigenetica, silenziamento genico e CRISPR

Il silenziamento genico riduce l'espressione di un gene. Con l'interferenza da RNA (Fire e Mello, 1998, Nobel 2006) piccoli RNA di circa 21-23 nucleotidi (siRNA) guidano un complesso proteico a degradare l'mRNA complementare: è un «knockdown» (riduzione), non una eliminazione del gene. La sovraespressione avviene con vettori di espressione. L'epigenetica studia modifiche che influenzano l'espressione senza cambiare la sequenza: nella metilazione del DNA un gruppo metile si lega alle citosine dei dinucleotidi CpG, e la metilazione delle isole CpG dei promotori tende a silenziare il gene. Si rivela con il trattamento con bisolfito, che converte le citosine non metilate in uracile e lascia intatte quelle metilate. La metilazione gene-specifica si può indirizzare con versioni di Cas9 inattivate.

La tecnologia CRISPR usa la nucleasi Cas9 guidata da un RNA guida (circa 20 nucleotidi complementari al bersaglio) fino a un sito adiacente a una sequenza PAM (NGG per la Cas9 di Streptococcus pyogenes), dove introduce un taglio a doppio filamento. La cellula lo ripara per giunzione dei lembi non omologhi (NHEJ), che spesso introduce inserzioni o delezioni e inattiva il gene (knockout), oppure per riparazione per omologia (HDR) usando uno stampo fornito, che permette modifiche precise. Il metodo, descritto da Jennifer Doudna ed Emmanuelle Charpentier nel 2012, è valso loro il Nobel per la Chimica nel 2020; nel 2023 è stata approvata la prima terapia basata su CRISPR, per l'anemia falciforme e la β-talassemia. Limiti da conoscere: tagli fuori bersaglio, consegna alle cellule, questioni etiche. In agricoltura le nuove tecniche genomiche sono trattate sul piano normativo in Diritto agroalimentare.

Collegamento: modificare un gene alla volta è solo un caso: le scienze omiche studiano tutti i geni, gli RNA, le proteine insieme.

Scienze omiche e applicazioni traslazionali

Il suffisso «-omica» indica lo studio globale di una classe di molecole. La genomica studia il genoma, con il sequenziamento (dal metodo di Sanger al sequenziamento di nuova generazione, NGS); la trascrittomica gli RNA trascritti, con microarray e RNA-seq; la proteomica l'insieme delle proteine, con elettroforesi bidimensionale e soprattutto spettrometria di massa; la metabolomica i metaboliti, con spettrometria di massa e risonanza magnetica nucleare. Le applicazioni traslazionali portano i risultati dalla ricerca alla clinica: individuazione di biomarcatori per diagnosi e prognosi, medicina personalizzata, e in ambito alimentare la nutrigenomica, che studia l'interazione tra geni e nutrienti. Il dato omico è massivo: qui rientra la bioinformatica dell'unità 1.

Collegamento: gli ultimi due argomenti collegano la biologia molecolare alla biochimica clinica: leggere le cellule una per una e produrre anticorpi.

Citofluorimetria e anticorpi policlonali e monoclonali

La citofluorimetria a flusso misura proprietà di singole cellule mentre passano una alla volta davanti a un fascio laser. Due segnali di luce diffusa danno informazioni fisiche: il forward scatter indica la dimensione, il side scatter la complessità interna (granulosità). I fluorocromi coniugati ad anticorpi (per esempio FITC e PE) rivelano marcatori di superficie e intracellulari. I dati si rappresentano con istogrammi (un parametro) e dot plot (due parametri), nei quali si disegnano regioni («gating») per contare le sottopopolazioni; alcuni strumenti (FACS) separano fisicamente le cellule.

Gli anticorpi policlonali derivano dal siero di un animale immunizzato (di solito coniglio o capra) e sono una miscela di anticorpi di molti cloni, contro epitopi diversi dello stesso antigene. Gli anticorpi monoclonali derivano da un solo clone di linfociti B e riconoscono un solo epitopo. Si producono con la tecnica dell'ibridoma (Köhler e Milstein, 1975, Nobel 1984): un linfocita B è fuso con una cellula di mieloma immortale, e gli ibridomi si selezionano in terreno HAT. I policlonali sono più facili da produrre e danno segnale forte; i monoclonali sono più specifici e riproducibili da lotto a lotto. Trovano impiego in ricerca, diagnostica e terapia.

Collegamento: resta da rimettere in ordine i tre blot, che condividono lo schema: separare, trasferire, rivelare.

Sintesi: Southern, Northern e Western blot a confronto

Tre tecniche che si confondono facilmente perché hanno lo stesso schema. Cambiano la molecola cercata e la sonda usata. Il Western blot è collegato alle tecniche immunochimiche dell'unità 1 e non è nominato a parte nel programma: è incluso qui come termine di confronto.

Collegamento: gli argomenti del programma finiscono qui. Le sezioni che seguono riguardano come organizzare lo studio.

Metodo di studio consigliato

Alcuni criteri utili per organizzare lo studio, in base alla struttura del programma:

• Studia ogni tecnica con la stessa griglia: principio fisico o biologico, che cosa si misura o si separa, strumenti e reagenti, limiti e possibili errori. Spettroscopia, cromatografia, elettroforesi, PCR e citofluorimetria si confrontano meglio se descritte con le stesse voci.
• Ripassa le basi richieste dalla scheda: chimica generale e organica, biochimica e microbiologia. Le guide a Biochimica e Microbiologia coprono i prerequisiti.
• Impara le sequenze operative, non solo i nomi: lisi, purificazione, taglio, ligazione, trasformazione, selezione; oppure denaturazione, appaiamento, estensione. Disegnale come diagrammi di flusso.
• Ricorda i numeri chiave e sai da dove vengono: la legge di Lambert-Beer, l'amplificazione esponenziale della PCR, i rapporti A₂₆₀/A₂₈₀, le condizioni di coltura. I calcolatori della guida servono come esercizio.
• Collega la tecnica al problema: per ogni esempio chiediti quale metodo sceglieresti e perché, e quali risultati sarebbero attendibili. Il programma chiede proprio di individuare la metodologia adeguata e di valutarne affidabilità e riproducibilità.
• Usa i test di autovalutazione a fine unità: il programma li prevede per verificare la comprensione unità per unità, prima di passare alla successiva.

Come funziona l'esame

Il formato degli esami San Raffaele è spiegato nella guida dedicata, aggiornata quando le modalità cambiano. Prima di ogni appello controlla anche il programma ufficiale dell'insegnamento.

Quanto tempo serve

Con 4 CFU e 22 lezioni conviene mettere in conto almeno 3-4 settimane: circa una e mezza per la prima unità (misure, separazione, rivelazione) e due per la seconda (acidi nucleici, cellule, omiche), più il tempo per consultare i testi consigliati sugli argomenti che ti risultano più ostici.

Se le basi di biochimica e microbiologia non sono fresche, aggiungi qualche giorno di ripasso: la seconda unità le dà per acquisite.

Questa materia ti prepara a…

Metodologie di laboratorio si appoggia ad altri esami L26 di chimica e biologia e ne dà lo sguardo sperimentale. Su questa guida trovi già:

• Biochimica e chimica degli alimenti L26 San Raffaele — le molecole (proteine, acidi nucleici, enzimi) che le tecniche di laboratorio analizzano
• Microbiologia degli alimenti L26 San Raffaele — crescita e coltura dei microrganismi, base delle colture cellulari e del clonaggio
• Principi di analisi degli alimenti L26 San Raffaele — le stesse logiche di campione, misura e affidabilità applicate agli alimenti
• Gruppi studio L26 Scienze dell'Alimentazione e Gastronomia San Raffaele — la pagina di riferimento del corso, con il gruppo WhatsApp e una panoramica del piano di studi

Domande frequenti

Quanti CFU vale Metodologie e principi di tecniche di laboratorio L26 San Raffaele?

Vale 4 CFU (cod. 0262504BIO13I, SSD BIO/13) ed è un esame a scelta, presente sia nel piano di studi dell'A.A. 2026/2027 sia nel piano dell'A.A. 2024/2025. Ha un solo codice: non ci sono versioni con CFU diversi. Se hai dubbi sul tuo piano, controlla codice e CFU o chiedi alla segreteria.

Cosa si studia in Metodologie e principi di tecniche di laboratorio?

Il programma ha due unità. La prima riguarda i fondamenti di laboratorio e le metodologie biochimiche: volumetria, pesate, centrifugazione, tecniche spettroscopiche, cromatografiche, elettroforetiche, radiochimiche e immunochimiche, bioinformatica. La seconda le metodologie biomolecolari: isolamento di DNA e RNA, Southern e Northern blot, enzimi, amplificazione del DNA, colture cellulari, clonaggio, trasfezione, epigenetica, CRISPR, scienze omiche, citofluorimetria e anticorpi.

Servono prerequisiti per Metodologie e principi di tecniche di laboratorio?

La scheda ufficiale non prevede propedeuticità, ma richiede familiarità con Chimica inorganica e organica, Biochimica e Microbiologia. Il corso dà infatti per acquisiti concetti come pH, concentrazione, struttura di proteine e acidi nucleici, crescita dei microrganismi.

Il corso prevede attività pratiche in laboratorio?

La scheda descrive un programma di principi e modalità operative e strumentali delle metodologie di indagine, non elenca attività pratiche di laboratorio. L'obiettivo è capire come funziona ogni tecnica, quando usarla e come valutare l'affidabilità dei risultati. Per eventuali attività aggiuntive verifica sulla piattaforma.

Come funziona l'esame di Metodologie e principi di tecniche di laboratorio?

Il formato degli esami San Raffaele è spiegato nella guida dedicata agli esami Pegaso, Mercatorum e San Raffaele, che viene aggiornata quando le modalità cambiano. Controlla sempre anche il programma ufficiale dell'insegnamento prima dell'appello.

Quali libri sono consigliati per Metodologie e principi di tecniche di laboratorio?

La base è il materiale in piattaforma. La scheda ufficiale consiglia di integrarlo con nove testi, tra cui M. Maccarone, Metodologie biochimiche e biomolecolari (Zanichelli, 2019), Wilson e Walker, Biochimica e biologia molecolare. Principi e tecniche (Raffaello Cortina, 2019) e F. Fanti, Laboratorio di microbiologia, biochimica, igiene e patologia (Zanichelli, 2019), più volumi su spettroscopia, proteomica, radiobiologia, ingegneria genetica e tecniche di biologia molecolare. L'elenco completo è sulla pagina ufficiale.

Che differenza c'è tra Southern, Northern e Western blot?

Cambia la molecola che si cerca: il Southern blot rileva una sequenza di DNA, il Northern blot un RNA, il Western blot una proteina. In tutti e tre i casi le molecole si separano per elettroforesi su gel, si trasferiscono su una membrana e si rivelano con una sonda specifica: un acido nucleico marcato per Southern e Northern, un anticorpo per il Western. Southern è il nome dell'inventore della tecnica; Northern e Western sono nomi per analogia.